Высокая стойкость ПХБ, невоспламеняемость, высокие диэлектрические качества, пластичность, адгезивность определяют широкое применение этих веществ в народном хозяйстве. В частности, ПХБ применяются при изготовлении пластификаторов, смазочных средств, пестицидов, красок, лаков, клеев, а также в качестве компонента диэлектрика. Данные вещества относятся ко 2-му классу опасности [3] и обладают политропным действием на организм, из которых наиболее существенным является поражение иммунной системы. ПХБ вызывают атрофию тимуса [10], угнетают гуморальный и клеточноопосредованный иммунный ответ, а также подавляют процесс гемопоэза в костном мозге [2]. В последние годы большое внимание уделяется изучению патофизиологических механизмов подострых отравлений экспериментальных животных полихлорированными бифенилами.
В настоящее время внимание фармакологов, токсикологов и биохимиков привлекает препарат пиримидинового ряда - оксиметилурацил как иммуномодулятор [4]. У данной группы соединений, помимо известных свойств, таких как ускорение регенерации, эритропоэтических, анаболических, иммуномодулирующих, радиопротекторных, были выявлены новые эффекты, в частности - антитоксические, антиоксидантные и мембраностабилизирующие свойства [6,7,9]. Ограничивая липопероксидацию, препарат оказывает стабилизирующее действие на биологические мембраны способствует нормализации метаболических процессов в мозге, сердце и печени при экспериментальных интоксикациях карбофосом, армином, метафосом, фосфаколом и др. токсикантами [6,7].
Цель исследования. Целью настоящего исследования явилось изучение метаболического и функционального состояния лейкоцитов периферической крови при подострой интоксикации различными дозами ПХБ и коррекции нарушений оксиметилурацилом экспериментальных крыс.
Материалы и методы исследования. Если токсичность и индуцирующее действие большинства коммерческих смесей ПХБ (арохлоров, канехлоров и др.) изучена достаточно подробно [8,12], то сведения относительно биологических эффектов совола практически отсутствуют.
Эксперимент проводился на 100 белых беспородных половозрелых крысах массой 180-200 гр. Все группы животных получали ПХБ (совол) на растительном масле внутрижелудочно через зонд в течение 28-ми дней в дозе 300 мг/кг ( 1-я группа ). Во 2-ой группе животным вводили оксиметилурацил в дозе 50 мг/кг с 1-е по 6-е сутки эксперимента при одновременном введении ПХБ в дозе 300 мг/кг, в 3-й группе внутрижелудочно вводили ПХБ в дозе 150 мг/кг в течение 28-и суток опыта, в 4-ой группе животных оксиметилурацил в дозе 50 мг/кг с 1-е по 6-е сутки опыта на фоне введения ПХБ (150 мг/кг) с 1-х по 28-е сутки. Контрольная группа животных получала внутрижелудочно эквивалентное количество рафинированного растительного масла. Исследования проводились на 1-е,7-е,14-е,21-е и 28-е сутки эксперимента. Забор крови производился из хвостовой вены. Эксперименты на крысах проводились с соблюдением международной конвенции о щадящем отношении к животным.
Количество лейкоцитов и лейкоцитарную формулу определяли традиционными гематологическими методами. Цитохимическими методами исследовали активность ряда энзимов, отражающих окислительно-восстановительные и катоболические процессы в лейкоцитах: пероксидазу (Gracham-Knoll), сукцинатдегидрогеназу (Нарциссов Р.П.), щелочную фосфатазу (Каплов), кислую фосфатазу (Гольдберк, Барк).
Статистистическая обработка полученных данных проводилась с помощью компьютерной программы «Биостат», с применением програмного обеспечения Microsoft Excel. Статистическая достоверность оценивалась с использованием критерия Стьюдента (t).
Результаты и их обсуждение.
Введение ПХБ в дозе 300 мг/кг приводило к уменьшению количества лейкоцитов к 1-м суткам до 6,1±0,8×109/л (p <0,001), при контроле 10,3±0,3×109/л, однако на 7-е сутки исследования произошло резкое увеличение их количества до 24,6±2,2×109/л (p 0,001). В последующие дни (21-е сутки) наблюдалось повторное снижение количества лейкоцитов -6,3±1,0×109/л (р<0,001), а к концу эксперимента вновь произошло повышение их количества в периферической крови крыс до 20,7±0,7 ×109/л (p <0,001), при контроле - 10,3±0,3×109/л. При отравлении животных ПХБ в дозе 300 мг/кг и одновременном введении ОМУ в дозе 50 мг/кг привело достоверному увеличению количества лейкоцитов к 7-м суткам до 18,4±2,0×109/л (p< 0,05), в последующие сроки наблюдалось постепенное возвращение его к контрольному показателю - 10,3±0,3×109/л. При интоксикации животных в дозе 150 мг/кг наблюдались следующие изменения: в первые сутки произошло уменьшение количества лейкоцитов до 8,5±0,5×109/л (р<0,05), а концу эксперимента (28 сутки) отмечалось увеличение их количества до 26,6±0,9×109/л (р<0,001). В 4 группе экспериментальных животных отмечалось увеличение количества лейкоцитов к 7 суткам до 20,8±1,6×109/л (р<0,001) и нормализация их количества до 9,5±0,4×109/л к 28 суткам эксперимента (табл.).
Количество лейкоцитов (×109/л) периферической крови крыс при введении ПХБ и сочетанном введении ПХБ и оксиметилурацила (М±м,р,р1,р2).
Таблица.
|
Контроль |
10,3 ± 0,3 |
||||
|
Сроки Доза |
1-е сутки |
7-е сутки |
14-е сутки |
21-е сутки |
28-е сутки |
|
1 группа |
6,1 ± 0,8 р<0,001 |
24,6 ± 2,2 р<0,001 |
8,2 ± 0,9 р<0,05 |
6,3 ± 1,0 р<0,001 |
20,7 ± 0,7 р<0,001 |
|
2 группа |
11,2 ± 0,61 р1<0,001 |
18,4 ± 2,0 p 0,05 p1 < 0,001 |
16,0 ± 1,3 p 0,001 p1 < 0,001 |
16,9 ± 1,8 p 0,05 p1 < 0,001 |
11,1 ± 0,9 p1 < 0,001 |
|
3 группа |
8,5 ± 0,5 p 0,05 |
9,7 ± 0,6 |
9,6 ± 0,5 |
10,3 ± 1,1 |
26,6 ± 0,9 p <0,001 |
|
4 группа |
14,0 ± 1,7 p 0,05 p2 < 0,01 |
20,8 ± 1,6 p 0,001 p2 < 0,001 |
7,2 ± 0,8 p 0,001 p2 < 0,05 |
9,6 ± 0,9 |
9,5 ± 0,4 p2 < 0,05 |
Примечание: p рассчитано по отношению к данным контрольной группы,
р1 - по отношению к данным 1-й группы,
р2 - по отношению к данным 3-й группы.
Отмеченный лейкоцитоз в опытных группах был связан как с увеличением абсолютного количества лимфоцитов, так и нейтрофилов в периферической крови.
Из групп окислительно-восстановительных ферментов, исследовали сукцинатдегидрогеназу (СДГ), связанную с циклом Кребса, отражающую интенсивность энергетических процессов в митохондриях клеток.
В ходе эксперимента было выявлено статистически достоверное снижение активности СДГ в лимфоцитах, на что указывает цитохимический коэффициент. В 1-й группе исследования начиная с первых суток эксперимента, максимальное снижение фермента произошло на 14-е сутки и составило -7,8±0,2 (p <0,001). К концу эксперимента (28-е сутки) особых изменений не было выявлено и количество СДГ составило -7,9±0,6 (р<0,001). Во 2-й группе экспериментальных животных на 7-е сутки произошло снижение активности фермента СДГ до 8,46±0,34 (p< 0,001), к концу эксперимента (28-е сутки) наблюдалось не которое увеличение активности фермента СДГ до 9,58±0,37 (p <0,001), при исходных данных 12,3±0,48. Максимальное снижение активности фермента СДГ в лимфоцитах в 3-й группе произошло на 21-е сутки до 6,48±0,2 (p <0,001) и на 28-е сутки -7,8±0,1 (р<0,001). В 4-й группе снижение активности фермента СДГ происходило с первых суток исследования, максимум снижения фермента приходился на 28-е сутки -7,0±0,16 (p< 0,001), против контроля 12,3±0,48.
Относительно гидролитических ферментов выявлена следующая картина. Так, активность щелочной фосфатазы (ЩФ) нейтрофилов в 1-ой группе (1/10 ЛД50) начала увеличиваться с 14-х суток, достоверное увеличение произошло на 28е сутки и составило -2,68±0,03 (p <0,001), при контроле -2,5±0,5; во 2-ой группе увеличение активности ЩФ произошло уже с первых суток, однако в последующие сроки исследования наблюдалась тенденция к снижению активности фермента, составив на 28-е сутки -2,49±0,06 (р<0,001). В 3-ей группе (1/20 ЛД50) рост активности ЩФотмечался с первых суток, максимальный уровень достигался к концу эксперимента 2,58±0,06 (p <0,05). Активность ЩФ лимфоцитов в 4-ой группе была максимальной на 21-е сутки исследования, составив 2,59±0,09 (p <0,05), при контроле 2,5±0,5.
Активность фермента кислой фосфатазы лимфоцитов возрастает с первых дней исследования, достигая максимума в 1-ой группе на 21-е сутки -0,42±0,04 (p< 0,001), в дальнейшем к 28-ми суткам наблюдалось снижение активности КФ до 0,39±0,01 (p 0,05), при контроле -0,37±0,02; во 2ой группе максимум значений приходился на 7 сутки -0,42±0,02 (p <0,001), причем к концу эксперимента (28-е сутки) наблюдалось снижение активности фермента до 0,40±0,03 (p <0,05); в 3ей группе крыс увеличение активности фермента КФ отмечалось с 14-х суток и достигла максимума на 21-е сутки исследования -0,43±0,03 (p 0,001); в 4-ой группе эксперимента максимум активности приходился на 1-е сутки исследования 0,48±0,04 (p <0,05); против контроля 0,37±0,02.
Изменения активности пероксидазы нейтрофилов были следующими. В 1-ой и 3-ей группах экспериментальных крыс активность пероксидазы была достоверно выше уже через 24 часа после введения ПХБ 2,33±0,04 (p 0,001) и 2,35±0,009 (p< 0,001) соответственно. Причем и к 28-м суткам в 1-ой и 3-й группе активность пероксидазы оставалась высокой 2,35±0,03 (p 0,001) и 2,23±0,04 (p <0,05) соответственно, при контроле 2,04±0,03. Во второй группе увеличение активности пероксидазы нейтрофилов началось с первых суток исследования, максимальное значение которой было выявлено на 28-е сутки 2,37±0,04 (p <0,001).
Воздействие ПХБ в подостром эксперименте вызывает помимо существенных изменений в количестве клеток крови (лейкоцитоз, нейтрофилез, лимфоцитоз) вызывает изменений в их метаболизме. Изменения активности изученных ферментов лейкоцитов периферической крови белых крыс при интоксикации ПХБ носили дозозависимый характер и свидетельствовали о выраженной диссоциации между окислительновосстановительными (снижение активности) и гидролитическими (повышение активности) ферментами. Основными признаками, определяющими высокую активность фермента щелочной фосфатазы в ходе эксперимента, возможно, является увеличение содержания нейтрофилов в периферической крови (нейтрофилез). Подобные изменения могут возникать вследствие развития общего адаптационного синдрома (стресса), что связано реакцией гранулоцитов на повреждение тканей, вызванные введением ПХБ. Повышение активности щелочной фосфатазы лейкоцитов, в данной ситуации следует рассматривать как проявление защитно-приспособительных процессов, имеющих исключительно важное значение в развитии, течении и исходе болезней [10].
Так, по данным Каюмовой А.Ф., (1996) введение гербицида аминной соли 2,4 дихлорфеноксиуксусной кислоты экспериментальным животным в подостром эксперименте вызывало изменения как в количестве клеток крови (лейкоцитоз, нейтрофилез, лимфоцитоз, моноцитоз), так и их в метаболизме. Также было выявлено преимущественно снижение активности окислительно-восстановительных ферментов - СДГ и αГФДГ лимфоцитов на 14-21-е сутки после введения 2,4-ДА в дозе 21,4-42,8 мг/кг и, наоборот, повышение активности гидролитических ферментов, таких как щелочная и кислая фосфатаза.
Таким образом, через сутки за счет выраженного напряжения регуляции и компенсаторных механизмов, клетке (лейкоцит) удается удерживать основные структурнометаболические параметры. В более отдаленные сроки исследования, (7-14-е) сутки происходит существенный сдвиг метаболических параметров лейкоцитов, причем во 2-ой и 4-ой группе, при совместном введении ПХБ и ОМУ к концу эксперимента происходит восстановление этих показателей, чего не наблюдалось в группах животных, получавших только ПХБ.
При введение только ПХБ длительное время сохранялись нарушения со стороны как количественных, так и метаболических изменений в лейкоцитах. Причем в 1-ой группе (300 мг/кг) изменения вышеназванных показателей имели более выраженный характер, по сравнению с 3ей группой (150 мг/кг). При одновременном введении ПХБ и ОМУ количественные и качественные изменения лейкоцитов носили не столь выраженный характер, и к концу эксперимента наблюдалось их восстановление (28-е сутки).
Таким образом, применение оксиметилурацила вызывает уменьшение токсического эффекта ПХБ на количественное и метаболическое состояние лейкоцитов периферической крови.
Литература
- Гигиенические критерии состояния окружающей среды. Полихлорированные дибензопара-диоксины и дибензофураны. ВОЗ.Женева.1993. 381с.
- Каюмова А.Ф. Нарушения в системе крови, вызванные гербецидом-аминной солью 2,4дихлорфеноксиуксусной кислоты: Дисс....докт.мед.наук. - Челябинск, 1996. - 290с.
- Курляндский Б.А., Новиков С.М. О классифицировании опасности химических канцерогенов // Токсикологический вестник. 1998. №1. С.2-6.
- Лазарева Д.Н., Алехин Е.К. Стимуляторы иммунитета. М., 1985. -79с.
- Лашнева Н.В.,Тутельян В.А. Индукция цитохрома Р-450 в печени крыс при воздействии полихлорированными дифенилов // Фармакология и токсикология. 1984. №6. С.77-80.
- Мышкин В.А., Срубилин Д.В. и др. Пиримидиновые производные как антиоксиданты // Ученые Башкирского медицинского институтаздравохранению. Уфа. С.73-77.
- Мышкин В.А.Коррекция перекисного окисления липидов при экспериментальных интоксикациях различными химическими веществами // Дисс. ...докт. мед. наук. Челябинск, 1998. 393с.
- Полихлорированные бифенилы и терфенилы. М.,1980.
- Савлуков А.И.Коррекция химических поражений печени 1,3,6-триметил-5гидроксиурацилом и оксиметилурацилом // Дисс....канд. мед. наук.Уфа, 2000.168с.
- Сэфнер В., Шиллер Ф. Влияние арохлора 1254 на морфобиохимические параметры некоторых органов в эксперименте // Гигиена и санитария. 1989. .№3. С.71-74.
- Шубич М.Г., Нагоев Б.С. Щелочная фосфатаза лейкоцитов в норме и патологии. М.,1980. С.33.
- Kluwe M., Hoor B.-Toxicology, 1981,v.20,p.259.
- Matthews H., Fries G., Gardner A. et al.Environm. Hlth. Perspect.,1978,v.24,p.147.